a) das Stückchen etwas zerzupfen; dabei lösen sich einzelne
und Gruppen von Zylinderzellen ab, welche mit starken
Vergrößerungen zu betrachten sind. Nicht selten findet man
einzelne Zylinderzellen kuglig aufgebläht; der Kutikularsaum ist
manchmal in sehr deutliche Stäbchen zerfallen. Becherzellen sind,
wenn vorhanden, durch ihren eigenartigen Glanz kenntlich; ihre
Öffnung ist bei guter Einstellung scharf konturiert wahrzunehmen.
Zuweilen lösen sich die Epithelien schwer von ihrer Unterlage;
in solchen Fällen stelle man nach einer Stunde eine zweite
Untersuchung an, bis dahin ist das Epithel hinreichend mazeriert,
um abgestreift werden zu können.
b) Zur Herstellung von Dauerpräparaten lege man ein ca. 1 ccm
großes, der Länge nach geöffnetes Darmstückchen in 30 ccm
Müllersche Flüssigkeit; nach 3-5 Tagen nehme man das Stückchen
heraus, streiche mit der Spitze eines Skalpells über die
Oberfläche und zerteile ein wenig des Abgestrichenen in einem
Tropfen verdünntem Glyzerin. Deckglas. Starke Vergrößerung.
Nr. 131. Zu ~Schnitten~ von ~Dünn~- und ~Dickdarm~ fixiere
man Darmstücke von kleineren Tieren unaufgeschnitten,
von größeren Tieren und vom Menschen nach Aufspannen des
längseröffneten Darmes mittels Igelstacheln auf eine Korkplatte
(Schleimhautseite nach oben!) in reichlicher Flüssigkeit
(Zenker, Kalibichromatessigsäure, Sublimat-Kochsalzlösung,
Alkohol-Formol). Dicke, mit Hämatoxylin (S. 32) gefärbte und
in Xylolbalsam (S. 45) eingeschlossene Schnitte zeigen die
Zottenform sehr gut. Für feinere Untersuchungen bette man in
Paraffin (S. 22), Zelloidin (S. 23) oder Zelloidin-Paraffin (S.
25) ein (s. auch Nr. 110, S. 289).
An Formol-Alkohol-Schnitten läßt sich die
Muzikarmin(schleim-)färbung (s. Lehrb. d. Mikrotechn. S. 32,
Anm.) ausführen; auch Färbung mit ~Delafield~schem Hämatoxylin
(S. 35) hebt die schleimigen Teile (Becherzellen) sehr schön
hervor. Für feinere Details leistet die Eisenhämatoxylinfärbung
und nach Chromosmium-Essigsäurefixierung (S. 17) die
Dreifachfärbung (S. 43) sehr Gutes.
Nr. 132. ~Duodenaldrüsen.~ Man öffne Magen und Duodenum einer
Katze der Länge nach, entferne den Inhalt durch sanftes Bewegen
in Kochsalzlösung (S. 3) und befestige den Pylorusteil und die
obere Hälfte des Duodenum, also im ganzen ein 5-6 cm langes Stück
mit Igelstacheln auf einer Korkplatte, die man (Schleimhautseite
nach unten) nach Nr. 110, S. 289 weiterbehandelt.
Nr. 133. ~Dickdarmdrüsen~ des Kaninchens ~frisch~. Man schneide
ein ca. 1 cm langes Stückchen des untersten Teiles des Dickdarmes
(zwischen zwei der rundlichen Kotballen) heraus, lege es auf
den trockenen Objektträger, öffne es mit der Schere und breite
es so aus, daß die Schleimhautfläche nach oben sieht; nun gebe
man einen Tropfen der 0,9%igen Kochsalzlösung darauf, fasse das
Stück mit einer feinen Pinzette am linken Rande und schneide
mit einer feinen Schere einen ~möglichst dünnen~ Streifen ab.
Diesen übertrage man mit einem Tropfen Kochsalzlösung auf einen
neuen Objektträger, löse mit Nadeln die Muskularis von der Mukosa
und zerzupfe letztere ganz wenig. Deckglas, leichter Druck. Man
sieht bei schwachen Vergrößerungen die Drüsenschläuche sehr gut
(Fig. 276), die Mündung dagegen nur schwer. Die Epithelzellen
sind oft an der dem Lumen zugewendeten Seite körnig. Bei starken
Vergrößerungen sieht man das Zylinderepithel der Oberfläche
sowohl von der Seite, wie von der Fläche, sehr schön. Der Inhalt
der Becherzellen ist oft nicht hell, wie bei Schnittpräparaten,
sondern dunkelkörnig.
[Illustration: Fig. 276.
¡e¡ Epithel, ¡l¡ Darmdrüsen. 80mal vergrößert.]
Nr. 134. ~Blutgefäße des Magens und des Darmes.~ Von der Aorta
descend. aus injizierte, in 50-200 ccm Müllerscher Flüssigkeit
fixierte und in allmählich verstärktem Alkohol gehärtete (S.
17) Magen- und Darmstücke werden teils in dicke (bis 1 mm)
Schnitte zerlegt und ungefärbt in Xylolbalsam konserviert (Fig.
245), teils aber auch zu Flächenpräparaten verwendet, die bei
wechselnder Tubuseinstellung und schwacher Vergrößerung sehr
instruktiv sind. Zu dem Zwecke kann man Dickdarmstücke von 1
qcm Größe aus absolutem Alkohol zum starken Aufhellen in 5 ccm
Terpentinöl (statt Karbolxylol) einlegen und in Xylolbalsam
konservieren. Es ist auch leicht, die Muskularis von der Mukosa
abzuziehen und die einzelnen Häute in Xylolbalsam zu konservieren.
Nr. 135. ~Nerven-Plexus.~ Hierzu eignen sich vorzugsweise Därme
mit dünner Muskularis, also von Kaninchen und Meerschweinchen,
nicht von Katzen; es ist nicht notwendig, daß das Objekt ganz
frisch ist, auch Dünndärme seit mehreren Tagen verstorbener
Kinder sind noch vollkommen brauchbar. Zunächst bereite man
sich 200 ccm verdünnte Essigsäure: 10 Tropfen Eisessig (oder 25
Tropfen gewöhnlicher Essigsäure) zu 200 ccm destill. Wasser. Dann
präpariere man ein 10-30 cm langes Dünndarmstück vom Mesenterium,
schneide das Stück ab und streiche den Darminhalt mit leicht
aufgesetztem Finger heraus. Dann binde man das untere Ende des
Darmes zu, injiziere vom oberen Ende aus mit der verdünnten
Essigsäure prall den Darm, binde ihn oben auch zu und lege nun
das ganze Stück in den nicht zur Füllung verwendeten Rest der
Essigsäure. Nach einer Stunde wechsle man die Flüssigkeit. Nach
24 Stunden übertrage man den Darm in destilliertes Wasser, öffne
mit der Schere den Darm seitlich vom Mesenterialansatze und
schneide ein ca. 1 cm langes Darmstückchen ab. Es gelingt leicht,
mit zwei spitzen Pinzetten die Muskularis von der Mukosa zu
trennen; beide haften nur am Mesenterialansatze fester.
a) ~Plexus myentericus.~ Legt man schwarzes Papier unter die
Glasschale, so sieht man jetzt schon mit unbewaffnetem Auge die
weißen Knotenpunkte des Plexus. Ein Stückchen der Muskularis von
ca. 1 cm Seite in einem Tropfen der verdünnten Essigsäure auf
den Objektträger gebracht, gibt bei schwachen Vergrößerungen
ein sehr hübsches Bild (Fig. 246¡A¡). Beim Meerschweinchen
lassen sich leicht beide Schichten der Muskularis voneinander
abziehen; an einer haftet dann der Plexus; solche Stücke kann man
1 Stunde in destilliertes Wasser legen, dann vergolden (S. 38)
und in Xylolbalsam konservieren. Für menschlichen Darm ist die
Vergoldung weniger geeignet, da die beiden Muskelschichten, sich
gleichfalls rot färbend, den Plexus teilweise verdecken.
b) ~Plexus submucosus.~ Man kratze mit einem Skalpell das Epithel
von der isolierten Mukosa, bringe ein Stückchen von ca. 1 cm
Seite auf den Objektträger, bedecke es mit einem Deckglase,
das man etwas aufdrücken darf, und untersuche mit schwachen
Vergrößerungen (Fig. 246¡B¡).
Zum Konservieren kann man wie bei Nr. 135a verfahren: nur
empfiehlt es sich, das Stückchen aufzuspannen und vor dem
Einlegen aus dem absol. Alkohol in das Karbolxylol etwas zu
pressen, damit der Alkohol aus der schwammigen Mukosa vollkommen
heraustritt.
Außer Nerven sieht man auch viele Blutgefäße, die an der
Struktur ihrer Wandung, zum Teil schon an den quergestellten
Muskulariskernen leicht erkennbar sind.
Nr. 136. ~Pankreas.~ Vom Menschen meist schon untauglich.
Behandlung wie Parotis Nr. 121. Die Langerhansschen Inseln sind
zahlreich im lienalen Ende des Pankreas zu finden und lassen sich
schon bei schwachen Vergrößerungen (50/1) leicht als helle Flecke
sehen. Die charakteristische Körnung der dem Lumen zugewendeten
Abschnitte der Drüsenzelle ist bei dieser Methode nur mit starken
Vergrößerungen und selbst da nicht immer zu sehen, denn die
gegen Wasser sehr empfindlichen Körnchen lassen sich nur schwer
konservieren. Zerzupft man dagegen ein stecknadelkopfgroßes
Stückchen eines frischen Pankreas der Katze oder eines anderen
Säugers in einem Tropfen Kochsalzlösung (0,9%), so sehen bei
schwachen Vergrößerungen die Endstücke wie gefleckt aus; das sind
die teils hellen, teils körnigen Abschnitte der Zellen. Stärkere
Vergrößerungen ergeben dann Bilder wie Fig. 277.
[Illustration: Fig. 277.
Drüsenzellen des Pankreas der Katze. 560mal vergrößert. Oben Gruppen
von Zellen, wie sie meistens zur Anschauung kommen, unten zwei
isolierte Zellen.]
Nr. 137. ~Blutgefäße der Leber.~ a) Man lege ein Leberstück
(von ca. 2 cm Seite) eines mit Chloroform getöteten Kaninchens
schnell, ohne es viel ausbluten zu lassen, in 50 ccm absoluten
Alkohol. Nach zwei Tagen sieht man schon auf der Oberfläche
die natürliche Injektion durch braune, im Zentrum der Läppchen
befindliche Flecke markiert. Der Oberfläche parallel geführte,
dicke Schnitte werden ungefärbt in Xylolbalsam eingeschlossen.
Schwache Vergrößerung. Oft enthalten nur die oberflächlichen
Schichten der Leber gefüllte Blutgefäße.
b) Von allen Injektionen gelingen diejenigen der Leber am
leichtesten. Man injiziere (S. 43) Berlinerblau entweder von
der Pfortader oder von der Vena cava inferior aus. In letzterem
Falle empfiehlt es sich, das Tier über dem Zwerchfelle zu
durchschneiden, das Herz auf dem Zwerchfelle sitzen zu lassen
und vom rechten Vorhofe aus die Kanüle in die Cava inferior
einzubinden. Die injizierte Leber wird zunächst in toto in ca.
200 ccm Müllersche Flüssigkeit eingelegt; nach ca. 6 Tagen
werden Stücke von ca. 2 cm Seite von den bestinjizierten Stellen
ausgeschnitten, abermals auf 2-3 Wochen in ca. 150 ccm Müllersche
Flüssigkeit gebracht und endlich in ca. 100 ccm allmählich
verstärktem Alkohol gehärtet (S. 17). ~Dicke~ Schnitte der Leber
konserviere man ungefärbt in Xylolbalsam (Fig. 278).
Nr. 138. Zum Studium des Baues der ~Gallenblase~, sowie der
großen Gallengänge ist nur ~ganz frische~ Leber zu gebrauchen, da
die alkalisch reagierende Galle bald nach dem Tode die Wandung
der Gallenblase durchtränkt, gelb färbt und zu mikroskopischen
Untersuchungen untauglich macht. Behandlung wie Nr. 110, S. 289.
Nr. 139. ~Leberläppchen.~ Kleine Stücke (von ca. 2 cm Seite)
einer Schweinsleber fixiere man in 30-50 ccm absolutem Alkohol
(Nr. 1, S. 14). Die Einteilung in meist sechseckige Läppchen, die
mit unbewaffnetem Auge schon gut an der Leberoberfläche zu sehen
war, tritt schon nach einer Minute scharf an den Schnittflächen
hervor; auch der Durchschnitt der Venae centrales wird sichtbar.
Nach ca. 3 Tagen angefertigte, mit Hansenschem Hämatoxylin
gefärbte (S. 32) Schnitte zeigen zwar die Einteilung in Läppchen
auch bei schwacher Vergrößerung gut, die Leberzellen aber, sowie
die Gallengänge sind zum Studium weniger zu empfehlen.
[Illustration: Fig. 278.
Stück eines Flächenschnittes einer Kaninchenleber. Injektion von der
Pfortader aus. 40mal vergrößert. Man sieht drei Leberläppchen. Die
Injektionsmasse hat nur die Pfortaderäste (Vv. interlobul.) gefüllt; im
oberen Läppchen ist sie bis zur Ven. centr. vorgedrungen. Technik
Nr. 137b.]
Nr. 140. ~Leberzellen.~ Man schneide eine frische Leber durch
und streiche mit schräg aufgesetzter Skalpellklinge über die
Schnittfläche. Die der Klinge anhaftende braune Lebermasse
übertrage man in einen auf den Objektträger gesetzten Tropfen
Kochsalzlösung. Deckglas. Erst schwache, dann starke Vergrößerung
(Fig. 263¡A¡). Das Präparat enthält außerdem zahlreiche, farbige
und farblose Blutzellen.
Nr. 141. Von der ~menschlichen Leber~ fixiert man möglichst
frische Stücke entweder in Alk. absol. (Glykogen-Nachweis,
s. d. spez. Methodik in den Werken über Mikr. Technik) oder
nach Nr. 110, S. 289. Die Läppchen sind wegen des geringer
entwickelten interlobulären Bindegewebes nicht so deutlich
abgegrenzt. Makroskopische Betrachtung ermöglicht viel eher
die Unterscheidung der Läppchen, als die Untersuchung mit dem
Mikroskop. Zur Orientierung möge der Anfänger berücksichtigen,
daß die ~einzelnen~ Gefäßdurchschnitte Lebervenen, mehrere
beisammen dagegen Verästlungen der Pfortader, der Arterie und
der Gallengänge, also stets interlobulären Gebilden entsprechen.
Genau quer durchschnittene Venae centrales sind auch durch die
radiär zu ihnen gestellten Leberzellen kenntlich (Fig. 258).
Nr. 142. ~Bauchfellepithel.~ Man verfahre wie Nr. 73, S. 198,
nehme aber statt des Mesenteriums, das übrigens auch brauchbare
Bilder liefert, das Omentum majus. Die Stücke können in
Hansenschem Hämatoxylin (S. 32) gefärbt und in Xylolbalsam (S.
45) konserviert werden (Fig. 272).
Nr. 143. ~Milchflecken des Netzes.~ Am schönsten bei jungen
Kaninchen, denen alle 5-7 Tage 10-15 ccm einer 1%igen
Trypanblaulösung (§ 12, S. 48) subkutan gegeben wurden; auch
Ratten (Einzeldosis 2-3 ccm) geben schöne Netzbilder. Nach 6-8
Injektionen Tötung, Eröffnung der Bauchhöhle, Aufspannen des
Netzes auf eine Korkplatte. Fixierung: 10%iges Formalin, Wässern,
nachfärben mit Alaunkarmin, Xylolbalsam (§ 10,3, S. 45).