Das Knochengewebe zeigt ebenfalls nach Zusammensetzung und Entstehung
engste Beziehungen zu kollagene Substanzen enthaltenden, weichen
Stützgeweben; doch ist diese Form der festen Stützsubstanz in einer
ganz anderen Richtung differenziert als das Knorpelgewebe.
Deshalb kommt auch eine direkte Umbildung fertigen Binde-
oder Knorpelgewebes in Knochengewebe nicht vor. Die hier
als »Metaplasie« bezeichneten Vorgänge sind vielmehr so zu
verstehen, daß indifferente Bildungszellen des Bindegewebes sich
unter verschiedenen Einflüssen bald zu Knochenzellen, bald zu
Knorpelzellen oder zu typischen Sehnenzellen umwandeln können
(siehe auch Kap. Knochenentwicklung).
[Illustration: Fig. 63.
Bindegewebsknorpel. Aus einem Schnitt durch den Discus articularis des
Sternoklavikulargelenkes. Technik Nr. 37, S. 119. 350mal vergr.]
[Illustration: Fig. 64.
Entstehung des Knochengewebes (Oberkieferanlage eines etwa 9 Wochen
alten menschlichen Embryos). Scharfe Färbung der Bindegewebsfibrillen
nach Technik Nr. 20, S. 116. 500mal vergr.]
Die erste Bildung von Knochensubstanz geht von dem gleichen
plasmodialen Stadium aus wie die Bildung aller Stützgewebe. Dabei
zeichnen sich die mit der Knochenbildung betrauten Teile des
embryonalen Plasmodiums (sogenannte ~Osteoblasten~) durch ihren
Zytoplasmareichtum und die Kerngröße aus. In ihrer Umgebung
differenziert sich zunächst die Interzellularsubstanz zu einem
Teil in Fibrillenbündel aus (über deren Entstehung die gleichen
Erwägungen gelten wie für die Fibrillen der weichen Stützgewebe, s.
S. 96). Die Knochenbildung (Fig. 64) ist nun dadurch erst deutlich
von der Entstehung einfachen Bindegewebes unterschieden, daß die
Fibrillen frühzeitig fest zusammengebacken werden; dies geschieht
durch Umwandlung der interfibrillären Interzellularsubstanz, die
sicher ebenfalls unter dem Einfluß der Osteoblasten erfolgt. Durch
diese Umwandlung, deren Endphase durch Einlagerung von Kalksalzen
bestimmt wird, kommt die charakteristische Härte und das Aussehen der
Knocheninterzellularsubstanz zustande.
Zum Unterschied vom Knorpel grenzen sich die Zellen nicht gleich
vollständig voneinander ab, sondern bleiben durch feine Ausläufer
auch dann miteinander in Verbindung, wenn sie allseitig von
Interzellularsubstanz umschlossen sind, d. h. zu ~Knochenzellen~
(Osteozyten) geworden sind (Fig. 65, wo nur die Kanälchen, aber nicht
die verbindenden Zytoplasmastränge zu sehen sind).
[Illustration: Fig. 65.
Stück eines Querschnittes der Humerusdiaphyse eines 4monatl. menschl.
Fötus. 675mal vergr. Technik Nr. 90.]
In späteren Stadien der Knochenbildung und im fertigen
Knochengewebe ist es nicht sicher, ob die Zellen den primären
Zusammenhang wahren. Die Möglichkeit dazu besteht, da die
Knochenhöhlen, in denen die Zellen liegen, durch zahlreiche
Kanälchen unter sich zusammenhängen.
Eine Modifikation des Knochengewebes, das ~Zahnbeingewebe~,
unterscheidet sich in genetischer Beziehung dadurch vom
Knochengewebe, daß seine Bildungszellen, die ~Odontoblasten~,
nicht von der Interzellularsubstanz ganz umschlossen werden,
sondern nur Fortsätze in diese senden (s. Genaueres unter
»Zähne«).
Die Interzellularsubstanz des Knochengewebes ist durch ihre Härte,
Festigkeit und Elastizität ausgezeichnet, Eigenschaften, welche sie
einer innigen Vermengung organischer und anorganischer Teile verdankt.
Die Verbindung beider Teile ist derart, daß man jeden derselben
entfernen kann, ohne die Struktur des Gewebes zu zerstören.
Durch Behandlung mit Säuren (siehe »Entkalken«, S. 18) werden
die Kalksalze ausgezogen, das Gewebe wird dadurch biegsam,
schneidbar wie Knorpel; man nennt deshalb entkalkten Knochen
»Knochenknorpel«. Umgekehrt lassen sich durch vorsichtiges Glühen
die organischen Teile entfernen; so behandelter Knochen heißt
»kalzinierter Knochen«. Die fossilen Knochen sind (durch die
lange Einwirkung von Feuchtigkeit) gleichfalls der organischen
Teile beraubt.
[Illustration: Fig. 66. Fig. 67.
Aus Stücken senkrecht durch das Schädeldach eines erwachsenen Menschen
gelegter Schnitte. 550mal vergr. Nach Technik 11, S. 39.]
Die Knochengrundsubstanz erscheint gewöhnlich homogen oder feinstreifig
und besteht 1. aus leimgebenden, unverkalkten Fibrillen, die entweder
ungeordnet oder zu gröberen oder feineren Bündeln vereint sind, und
2. aus einer dazwischen befindlichen geringen Menge von Kittsubstanz,
welche die Kalksalze (vorzugsweise basisch phosphorsauren Kalk)
einschließt.
[Illustration: Fig. 68.
Stück eines Längsschnittes der Fingerphalanx eines erwachsenen
Menschen. 550mal vergr. Nach Technik 11, S. 39.]
Die ~gröberen~ Fibrillenbündel bilden Geflechte: solche
»~grobfaserige~« (= geflechtartige) Knochensubstanz ist beim
Erwachsenen nur an den Nähten und an den Ansatzstellen der
Sehnen vorhanden; findet sich aber zur Zeit der Entwicklung
in den perichondralen und sekundären Knochen (siehe Kap.
Entwicklung der Knochen). Die feineren Bündel können sich unter
spitzwinkliger Durchflechtung zu dünnen, 3 µ dicken Platten,
»Lamellen« vereinen. Aus solcher »~feinfaseriger~« (= lamellöser)
Knochengrundsubstanz besteht fast das ganze Skelett des
Erwachsenen.
Die Knochengrundsubstanz enthält zahlreiche, kürbiskernähnliche,
15-27 µ lange Hohlräume, die ~Knochenhöhlen~ (früher
»~Knochenkörperchen~«) Fig. 69, welche durch viele verästelte, feine
Ausläufer, die ~Knochenkanälchen~, untereinander kommunizieren. Auf
diese Weise wird ein die ganze Interzellularsubstanz durchziehendes,
feines Kanalsystem hergestellt.
Die von den Flächen der Knochenhöhlen ausgehenden
Knochenkanälchen entspringen nahezu unter rechten Winkeln und
sind wenig verästelt, die von den Kanten ausgehenden Kanälchen
entspringen unter verschiedenen Winkeln und sind reichlicher
verästelt (Fig. 69).
[Illustration: Fig. 69.
Stücke von Schliffen trockner Knochen, A der Tibia, B des Femur eines
erwachsenen Menschen. 550mal vergr. Technik Nr. 91.]
[Illustration: Fig. 70.
Stück eines Schnittes durch die knöcherne Nasenmuschel eines
erwachsenen Menschen. 550mal vergrößert. Technik Nr. 92.]
Die Wand der Knochenhöhlen und -kanälchen, die »Knochenkapsel« ist frei
von Fibrillen (Fig. 67) und besonders fest. In den Knochenhöhlen liegen
die kernhaltigen ~Knochenzellen~ (Fig. 70), welche eine plattovale
Gestalt haben und dünne Fortsätze in die Knochenkanälchen senden.
Die Ernährung des Knochengewebes ist anscheinend in vollkommenerer
Weise gewährleistet als diejenige des Knorpelgewebes; in feineren
Substanzlagen genügt das feine Kanälchensystem, das die Knochenhöhlen
untereinander und mit der Oberfläche verbindet. In dickeren
Knochensubstanzmassen kommen allenthalben größere Kanäle zur
Ausbildung, in denen Blutgefäße verlaufen.
Die gute Durchsaftung des Knochengewebes erklärt es zum Teil,
daß dieses Gewebe trotz seiner Härte zu den bildungsfähigsten
Strukturelementen des Körpers zu rechnen ist. Es paßt sich veränderten
Beanspruchungen durch einen entsprechenden Neu- bzw. Umbau an. Diese
Fähigkeit ist die Grundlage zur Heilung von Knochenverletzungen
(Weiteres s. unter Skelettsystem).
~Technik.~
Nr. 14. ~Embryonales Stützgewebe.~ Man fertige von jungen, nach
~Altmann~ (s. Techn. Nr. 3, S. 72) fixierten und in Paraffin
eingebetteten Wirbeltierembryonen dünne (5-7,5 µ) Schnitte an,
klebe sie auf Objektträger (S. 29) und färbe mit Eisenhämatoxylin
(s. S. 40).
Nr. 15. Um starke ~vitale Speicherung von Trypanblau in
Bindegewebszellen~ zu erzielen, verfahre man nach S. 48,
injiziere mindestens 6-8 ccm der Farbstofflösung in Dosen zu
1 ccm in Abständen von 4-5 Tagen (bei einer weißen Maus). Die
besten Bilder von Bindegewebszellen ergeben Flachschnitte durch
Haut und Unterhautzellgewebe.
Nr. 16. ~Plasmazellen~ finden sich in mit Sublimat oder
Zenkerscher Flüssigkeit (S. 16) fixierten Präparaten von
Schleimdrüsen, Magenschleimhaut und anderwärts; gute
Kernfärbungen (Hämatoxylin z. B.) lassen den Radkern gut
erkennen. Man achte auf die den Kern umgebende oder ihm
anliegende helle Zytoplasmaregion.
Nr. 17. ~Mastzellen.~ Man fixiere 1-3 qcm große Stückchen
Schleimhaut (z. B. des Mundes, des Rachens oder des Darmes)
in absolutem Alkohol (S. 14) 3-8 Tage.
Die Schnitte kommen a) in ca. 100 ccm Alaunkarmin-Dahlia 24 Stunden,
dann b) in mehrmals zu wechselnden Alkohol abs. 24 "
dann Einschließen in Xylolbalsam nach § 10,3 (S. 45).
Wasser ist gänzlich zu vermeiden, da die mit Dahlia gefärbten
Körnchen auch an gut fixierten Präparaten in Wasser löslich sind.
Nr. 18. ~Azidophile Zellen.~ Man betrachte das Bindegewebe in
Schnitten mit beliebigen Fixierungsmitteln behandelter Organe,
nachdem sie mit Hansenschem Hämatoxylin und Eosin gefärbt sind;
besonders zahlreich sind diese Zellen in den Schleimhäuten
anzutreffen.
Nr. 19. ~Gefensterte Membranen~ erhält man, indem man Stückchen
von ca. 5 mm Seite des Endokards abpräpariert, in einem Tropfen
Wasser auf den Objektträger bringt und 1-2 Tropfen Kalilauge
unter das Deckglas fließen läßt (S. 47). Man betrachte die Ränder
des Präparates (Fig. 44).
Auch die Art. basilaris gibt gute gefensterte Membranen; man
schneide ein Stück der Arterie der Länge nach mit der Schere auf
und lege es in 10 ccm reine Kalilauge 6 Stunden lang; dann bringe
man ein ca. 1 cm langes Stück in einigen Tropfen Wasser auf
den Objektträger und suche es durch Schaben mit einem Skalpell
in Lamellen zu zerlegen, was leicht gelingt. Deckglas, starke
Vergrößerung! Die kleinen Löcher der Membran sehen wie glänzende
Kerne aus.
Bei schwachen Vergrößerungen erkennt man die Membran an ihrer
dunklen Konturierung.
Will man konservieren, so kommt die Membran vom Objektträger
a) in Brunnenwasser 5 Minuten,
dann b) in destill. Wasser 5 "
dann c) in 3 ccm 1/30%iges Kongorot (S. 9) 12-20 Stunden,
dann Einschluß in Xylolbalsam nach § 10, 3 (S. 45).
Nr. 20. ~Gallertiges Bindegewebe.~ Man färbt Paraffinschnitte von
einem in Zenkerscher Flüssigkeit fixierten (S. 16) Nabelstrang
(von 3monatigen Embryonen bis zur Geburt) entweder in Hansenschem
Hämatoxylin und Eosin (S. 41) oder, um eine bessere Differenz
zwischen dem Zytoplasma und den kollagenen Fibrillenbündeln zu
bekommen nach folgendem Verfahren:
1. ~Hansens~ Hämatoxylin 5 Minuten (etwas überfärben),
2. Abspülen in Aq. dest.,
3. gründlich wässern in Brunnenwasser,
4. Eosin w. g. 1%ig mit Zusatz von 10 Tropfen Eisessig auf
100 ccm 20 Min.,
5. Abspülen in Aq. dest.,
6. 2%ige Phosphormolybdänsäure 10 Sekunden,
7. Abspülen in Aq. dest.,
8. Methylblau (~Hollborn~) 1%ig 1-2 Minuten.,
9. Abspülen in Aq. dest.,
10. Alkohol 96%ig, worin das überschüssige Eosin und Methylblau
ausgezogen werden,
11. Alkohol absol.,
12. Xylol,
13. Balsam.
Bei dieser Färbung, die im Prinzipe der von Mallory, Heidenhain
u. a. (s. Lehrbücher der Mikrotechnik) angegebenen folgt, wandelt
die Phosphormolybdänsäure in den Strukturen, in die sich das
hochmolekulare Methylblau, das man auch durch andere blaue
kolloidale Farbstoffe (Wasserblau, Isaminblau u. a.) ersetzen
kann, einlagert, das Eosin zu einem in Alkohol leicht löslichen
Körper um, so daß es dann im Alkohol 96%ig aus diesen Strukturen
ausgezogen wird. Es kommt darauf an, die Phosphormolybdänsäure
nicht zu lange einwirken zu lassen; ebenso muß die Wirkung des
Methylblau nicht zu lange dauern. Man richte sich nach den oben
angegebenen Zeiten, die in dem soeben ausgeführten Sinne variiert
werden können.
Nr. 21. ~Retikuläres Gewebe.~ Lymphknoten werden beliebig
fixiert, dann dicke Schnitte (mit dem Rasiermesser, nach der
Gefriermethode oder nach Einbettung in Paraffin) angefertigt;
die Schnitte schüttelt man, nach Überführung in Wasser, in einem
Reagenzglas gründlich, wodurch aus den Maschen des retikulären
Gewebes die Lymphozyten entfernt werden. Dann werden die Schnitte
nach einer der Methoden in Nr. 20 gefärbt; bei Anwendung der
Eosin-Methylblaufärbung gelingt es, auch die Retikulinfasern
darzustellen.
Nr. 22. ~Lockeres Bindegewebe.~ a) frisch: Intermuskuläres
Bindegewebe, z. B. das dünne zwischen M. serratus und den mm.
intercost. liegende Blatt wird in kleinen, 1-2 cm langen Streifen
abpräpariert, ein kleines Stückchen davon auf dem ~trockenen~
Objektträger mit Nadeln rasch ausgebreitet; dabei klebt das
Stückchen auf dem Objektträger an und kann leicht zu einem ganz
dünnen Häutchen ausgezogen werden:
~Bündel~; das Häutchen wird rasch mit einem Tropfen
Kochsalzlösung und einem Deckglas bedeckt. Man sieht die wellig
verlaufenden blassen Bindegewebsbündel, bei einiger Übung kann
man auch die schärfer konturierten, glänzenden elastischen Fasern
schon jetzt unterscheiden, an günstigen Stellen auch die Kerne
der Bindegewebszellen.
Bei einem derartigen Präparate setze man verdünnte Essigsäure
vom Deckglasrande her zu, worauf die kollagenen Bündel quellen
und unsichtbar werden, während die Zellkerne und die elastischen
Fasern deutlich hervortreten.
Einem anderen frischen Präparate setze man in der gleichen Weise
einen Tropfen Neutralrotlösung (1 : 1000) zu, worauf sich die
Granula der Mastzellen, später auch andere Bindegewebszellen
granulär färben.
b) ~Dauerpräparate~ kann man vom intermuskulären Bindegewebe
eines größeren Säugetieres oder des Menschen in folgender Weise
herstellen: man quetscht ein größeres Stück von einer Seite
in der Weise zusammen, daß sich an der entgegengesetzten Seite
durch die eingeschlossenen Luftblasen dünne Lamellen beulenartig
vorwölben; dann ersetzt man den Fingerdruck durch einen Faden,
mit dem man den so gewonnenen Stiel des Präparates abbindet. Das
ganze fixiert man nun in Formolalkohol (s. S. 15). Nach 24-48
Stunden schneidet man dünne, gespannte Bindegewebslamellen ab und
färbt sie zunächst in ~Hansens~ Hämatoxylin, dann in ~Weigerts~
Resorzinfuchsin (s. S. 35), endlich in Pikro-Fuchsin nach ~van
Gieson~ (s. S. 42) (Fig. 47).
Man kann an solchen Präparaten natürlich auch beliebige, andere
Färbungen vornehmen.
Nr. 23. ~Netz der Bindegewebsbündel.~ In absol. Alkohol fixierte
und mit Hansens Hämatoxylin (S. 32) (Fig. 48) gefärbte Stückchen
des Omentum werden in Xylolbalsam nach § 10,3 (S. 45) konserviert.
Nr. 24. ~Verfilztes Bindegewebe.~ Haut von der menschlichen
Handfläche oder Fußsohle wird in Alkohol absol. (S. 14) fixiert,
in Paraffin eingebettet, die 5-7,5 µ dicken Schnitte nach den
unter Nr. 20 angegebenen Methoden gefärbt.
Nr. 25. ~Sehnenzellen.~ Feine Längsschnitte (Freihand) einer
fixierten und gehärteten menschlichen Sehne werden 1/2 Stunde in
Hansens Hämatoxylin gelegt, dann direkt aus der Farbe auf einen
Objektträger gebracht. Nun bringe man ein paar große Tropfen
Eisessig auf den Schnitt, der dadurch ganz rot wird, und lege
ein Deckglas auf (bei dickeren Schnitten unter etwas Druck).
Schon bei schwachen Vergrößerungen sieht man die langen Kerne der
Sehnenbündel. Sobald die Kerne sichtbar sind, wird der Schnitt
in eine Schale mit ca. 30 ccm Aqua destillata gebracht, woselbst
die blaue Farbe des Schnittes wiederkehrt. Dann Konservieren in
Xylolbalsam nach § 10,3 (S. 45). Häufig sieht man nur die Kerne,
an günstigen Stellen auch das Zytoplasma der Sehnenzellen (Fig.
51).
Nr. 26. ~Sehnenquerschnitt.~ Den Schwanz einer jungen Ratte
fixiert man, nachdem die Haut abgezogen ist, in Müller-Formol
(Nr. 7, S. 16), entkalkt nach § 6, 2, bettet in Zelloidin ein.
Die ca. 10 µ dicken Schnitte werden mit ~Hansens~ Hämatoxylin (S.
32) und Eosin gefärbt.
Nr. 27. ~Stärkere elastische Fasern~ erhält man durch Zerfasern
eines ca. 5 mm langen, stecknadeldicken Stückchens des frischen
Nackenbandes eines Rindes in einem Tropfen Kochsalzlösung (Fig.
52). Man kann das Präparat mit Pikrokarmin färben (S. 47) und in
verdünntem Glyzerin konservieren.
Nr. 28. ~Querschnitte starker, elastischer Fasern~ erhält man
vom Nackenband des Rindes, von dem man kleine Stückchen in
Formolalkohol (s. S. 15) fixiert, in Paraffin einbettet und 10 µ
dick schneidet. Färbung nach den in Nr. 20 gegebenen Vorschriften.
Nr. 29. Pigmentgewebe findet man an Durchschnitten menschlicher
oder tierischer Augen.
Nr. 30. ~Fettzellen.~ Man nehme aus der Achselhöhle eines
recht abgemagerten Individuums ein linsengroßes Stückchen des
rötlichgelben, gelatinösen Fettes und behandle es nach Technik
Nr. 22. Dünne Stellen zeigen Fettzellen, wie in Fig. 56; man
kann unter dem Deckglase mit Pikrokarmin (S. 47) färben und
in verdünntem Glyzerin konservieren. Gewöhnliche Fettzellen,
von beliebigen Stellen des Körpers genommen, untersuche man
gleichfalls in Kochsalzlösung. Man betrachte die kugligen Zellen
bei wechselnder Einstellung (vgl. Fig. 43).
Zu einem solchen Präparate setze man unter dem Deckglase einen
Tropfen einer Lösung von Sudan III (man löst Sudan III in heißem
70%igen Alkohol, läßt absetzen und filtriert vor dem Gebrauche);
in kurzer Zeit färben sich alle Fettzellen und etwa aus diesen
ausgetretene Fettropfen orangerot.
Will man Fett konservieren, so fixiert man in Formalin (s. S.
14), fertigt Gefrierschnitte, die in Hansens Hämatoxylin (S.
32) gefärbt werden; dann kommen die Schnitte auf 10 Minuten in
Alk. 50%, auf 20-30 Minuten in filtrierte Sudanlösung (s. o.);
abspülen in Alk. 50%, Aq. dest.; einschließen in Glyzerin.
Nr. 31. ~Fettgewebe~ sieht man an Durchschnitten vieler,
beliebig fixierter Präparate, vor allem der Haut (vgl. dort).
Durch die Alkoholbehandlung wird das Fett ausgezogen, die
Maschen der leeren Hülsen bieten dann ein dem Anfänger oft
schwerverständliches Bild (Fig. 55).
Nr. 32. ~Knorpelentwicklung.~ Ca. 10 mm lange Kaulquappen vom
Frosch fixiert man in Zenkerscher Lösung (S. 16), bettet nach
Nr. 2, S. 71 in Nelkenöl-Kollodium-Paraffin oder in Paraffin ein
und schneidet quer zur Längsausdehnung vom Kopfe an; überall
finden sich hier Knorpelspangen, die bei geeigneter Kern- und
Zytoplasmafärbung (~Hansens~ Hämatoxylin und Eosin, S. 41),
Boraxkarmin und Methylblau) das in Fig. 57 dargestellte Bild
zeigen.
Nr. 33. Querschnitte durch jüngere Embryonen aller Wirbeltiere
(in ~Zenker~scher Flüssigkeit [S. 16] fixiert, in Paraffin
eingebettet, mit ~Hansens~ Hämatoxylin [S. 32] und Eosin gefärbt)
sind gute Objekte zum Studium der Chorda dorsalis.
Nr. 34. ~Hyaliner Knorpel.~ Man schneide den sehr dünnen
Schwertfortsatz des Frosches mit einer Schere aus, bringe ihn auf
einen trockenen Objektträger, bedecke ihn mit einem Deckglase
und untersuche rasch mit starker Vergrößerung. Die Knorpelzelle
füllt die Knorpelhöhle vollkommen aus (Fig. 59). Bei längerer
Beobachtung lasse man einen Tropfen Kochsalzlösung zufließen.
Nr. 35. ~Hyaliner Rippenknorpel.~ Fixierung: Alkohol absol. oder
~Zenker~sche Flüssigkeit (S. 16); Einbettung: Zelloidin oder
Paraffin; Färbung: ~Hansens~ Hämatoxylin (S. 32) und Eosin.
Frischer Rippenknorpel älterer Individuen, den man ohne
Vorbereitung mit dem Rasiermesser schneidet und in Wasser
betrachtet, zeigt die starren »Asbestfasern«.
Nr. 36. ~Elastischer Knorpel.~ Man nehme einen Gießbeckenknorpel
des Menschen (noch besser des Rindes); die gelbliche Farbe des
Proc. vocalis, noch deutlicher der oberen Spitze, verrät den
elastischen Knorpel. Man schneide so, daß die Grenze zwischen
elastischem und hyalinem Knorpel in den Schnitt fällt und
betrachte die Schnitte in Wasser.
Schnitte dieses und anderer in Alkohol absol. fixierter
elastischer Knorpel färbe man nach S. 35 C und konserviere in
Xylolbalsam (§ 10,3, S. 45).
Nr. 37. ~Bindegewebsknorpel.~ Ligg. intervertebralia, einen
Discus articularis schneide man in Stücke von 1-2 cm Seite,
fixiere sie in 100 ccm Kalibichromatessigsäure (S. 15) und
bette in Paraffin oder Zelloidin ein (auch Rasiermesserschnitte
sind nach Härtung in Alkohol (nach § 5, S. 17) brauchbar). Die
nach Nr. 20 gefärbten Schnitte konserviere man in Xylolbalsam.
Schnitte durch Randpartien ergeben auch hyalinen Knorpel;
Schnitte durch zentrale Teile der Bandscheibe zeigen große
Gruppen von Knorpelzellen.