Das grobe Bindegewebsgerüst (Kapsel) und (Trabekel) und das
beschriebene Gefäßnetz bilden den stabilen Teil der Milz; zwischen
ihnen befindet sich ein dicht gebautes, retikuläres Gewebe (Fig. 120),
das allenthalben mit den groben Gerüstteilen und den Gefäßwänden
in Verbindung steht und in sehr wechselndem Maße mit freien Zellen
angefüllt ist. Die Größenschwankungen, die bei der Milz sehr oft unter
normalen wie pathologischen Umständen beobachtet werden, entstehen
größtenteils durch Zu- oder Abnahme dieser freien Zellen. Das gesamte
Zwischengewebe (einschließlich der außerhalb der Balken verlaufenden
Gefäße) bezeichnet man als ~Pulpa~.
Die oben erwähnten Lymphzellenansammlungen in der Arterienwand
(Milzknötchen, auch weiße Pulpa genannt) stimmen hinsichtlich ihres
feineren Baues mit den Sekundärknötchen der Lymphknoten überein; sie
enthalten sogar Keimzentren und gewöhnlich feine elastische Fasern. Sie
bilden sich zeitweise zurück und an anderen Stellen wieder neu aus.
Das verwirrendste Bild bietet der übrige Teil des außerhalb der Gefäße
liegenden Milzgewebes dar. In ihm werden Erythrozyten in allen Stadien
des Zerfalles (Fig. 121), teilweise von Makrophagen aufgenommen,
teilweise frei angetroffen; auch die verschiedenen Formen von Lympho-
und Hämoleukozyten finden sich hier vor. Wie wir oben sahen, kommen
diese Blutzellen höchst wahrscheinlich durch die Poren in der Wand der
Venensinus in das retikuläre Gewebe hinein.
Hier werden in großer Zahl rote, jedenfalls abgenutzte Blutzellen
zerstört, gleichzeitig werden Lymphozyten dem Milzvenenblut zugefügt;
dieses enthält 70mal mehr weiße Blutzellen als das Blut der Milzarterie.
[Illustration: Fig. 122.
Stück eines dünnen Schnittes durch die menschliche Milz. 400mal vergr.
Technik Nr. 83, S. 200.]
Die ~Lymphgefäße~ sind an der Oberfläche der Milz bei Tieren
reich, beim Menschen dagegen nur spärlich entwickelt. Tiefe, im
Innern der Milz verlaufende Lymphgefäße fehlen.
Die aus spärlichen markhaltigen Fasern und vielen nackten
Achsenzylindern bestehenden ~Nerven~ treten mit den Arterien in
die Milz und verzweigen sich mit diesen. Während ihres Verlaufes
geben sie Äste zur Muskulatur der Arterien (Fig. 123) und der
Milzbalken ab. Auch in der Milzpulpa finden sich Geflechte
markloser Nervenfasern, die zum Teil sensibler Natur sind und
vermutlich von den Verästelungen der eben erwähnten markhaltigen
Nervenfasern herrühren.
Die unverletzte Oberfläche der Milz zeigt häufig eine Abgrenzung
in rundliche Läppchen; der Versuch, auch an Durchschnitten eine
Einteilung in Läppchen zu treffen, läßt sich an der menschlichen
Milz nicht scharf durchführen, doch kann man immerhin zunächst
der Milzoberfläche Balken mit den darin befindlichen Venen
als Grenzen von Läppchen betrachten und konstatieren, daß die
Arterien möglichst weit von den »interlobulären« Balkenvenen, in
der Achse der Läppchen gelegen sind (vgl. Schema Fig. 119). In
der Tiefe der Milz ist eine Läppcheneinteilung nicht mehr möglich.
~Technik.~
Nr. 62. ~Farbige Blutzellen des Menschen.~ Man reinige einen
Objektträger und ein kleines Deckglas sorgfältig (zuletzt mit
Alkohol). Dann steche man sich mit einer durch Glühen kurz vorher
gereinigten Nadel in die Seite der Fingerspitze: der zuerst
hervortretende Blutstropfen wird durch leichtes Aufdrücken
des Deckglases aufgefangen, das Deckglas ~rasch~ auf den
Objektträger gelegt, auf den man vorher einen kleinen Tropfen
0,9%iger Kochsalzlösung gebracht hat. Man erblickt bei starker
Vergrößerung oft viele mit den Flächen aneinander geklebte
farbige Blutzellen. »Geldrollenformen« (Fig. 98), sowie isolierte
farbige und farblose Blutzellen. Die zackigen Ränder mancher
Blutzellen sind durch Verdunstung entstanden. Setzt man an der
einen Seite einen Tropfen Wasser an den Rand des Deckglases, so
tritt alsbald eine Entfärbung der Blutzellen ein; das Hämoglobin
tritt aus, wodurch das Wasser gelblich wird; dabei werden die
Blutzellen kugelrund, erscheinen nur mehr als blasse Kreise,
»~Schatten~«, die schließlich ganz verschwinden. Es empfiehlt
sich, die Entfärbung an einer Blutzelle zu studieren.
[Illustration: Fig. 123.
Schnitt durch die Milz einer Maus. 85mal vergrößert. Die hier auf ihrer
ganzen Länge mit Leukozyten infiltrierte Arterienscheide ist durch eine
punktierte Linie gegen die Pulpa abgegrenzt. Technik Nr. 86, S. 201.]
Nr. 63. ~Dauerpräparate farbiger Blutzellen~ fertigt man an,
indem man auf einen sorgfältig gereinigten Objektträger mit einem
Pinsel frisch dem lebenden Körper entnommenes Blut in möglichst
dünner Lage aufstreicht und an der Luft trocknen läßt. Das
getrocknete Präparat wird mit einem trockenen Deckglase bedeckt
und dieses an den Rändern mit Deckglaskitt fixiert (s. S. 44, 2).
Neben vielen verunstalteten Formen findet man einzelne in Form
und Größe wohlerhaltene Blutzellen.
Nr. 64. Für ~Dauerpräparate farbiger und farbloser Blutzellen~
bedient man sich der ~Trockenmethode Ehrlichs~[97]. Es muß
vorausgeschickt werden, daß diese Methode bei ~genauer~
Berücksichtigung aller angegebenen Vorschriften und bei einiger
Übung in mancher Hinsicht gute Resultate ergibt, daß aber bei
ungeschickter Behandlung eine Menge von Zerrbildern entstehen,
die dem Unerfahrenen mancherlei Täuschung vorspiegeln. Wer mit
dieser Methode neues entdecken will, muß sehr geübt und sehr
vorsichtig im Urteil sein.
~Vorbehandlung.~ Vor der Blutabnahme wird die betreffende
Hautstelle (Fingerspitze) mit Äther gereinigt. Die ~dünnen~
Deckgläschen, die nicht über 0,1 mm dick sein dürfen, werden
zuerst ein paar Minuten in verdünnte Salzsäure, dann in
destilliertes Wasser gelegt und schließlich mit Alkohol
gereinigt. Am besten nimmt man noch nie gebrauchte Deckgläser. Zu
je einem Blutpräparat braucht man zwei Deckgläser. Dann bereite
man eine Mischung von gleichen Teilen absoluten Alkohols und
Schwefeläthers (etwa je 5 ccm), befeuchte damit ein Bäuschchen
reiner Watte und reinige die Fingerspitze nochmals. Nun mache
man mit einer nicht zu anatomischen Zwecken benutzten reinen
Nadel einen Einstich in die durch Kompression etwas hyperämisch
gemachte Fingerspitze, auf den hervorquellenden kleinen
Blutstropfen wird ein Deckgläschen leicht aufgedrückt, das mit
einer Pinzette (~nicht mit den Fingern~) gehalten wird, und dann
auf das zweite Deckgläschen gelegt. Zwischen den beiden Gläschen
breitet sich der Blutstropfen in dünner Schicht aus; sofort
werden die beiden Deckgläschen, die man so aufeinander gelegt
hat, daß der Rand des einen etwas überragt, ~mit zwei Pinzetten~
auseinandergezogen. Durch diese Manipulation wird der Einfluß des
verdunstenden Schweißes auf die Blutzellen verhindert, die sonst
ihr Hämoglobin verlieren oder schrumpfen.
Sobald das Blut auf dem Deckgläschen an der Luft eingetrocknet
ist (nach wenigen Minuten) werden die Gläschen in die mit
Alkoholäther gefüllte Schale zur Fixierung eingelegt. Nach 1/4-2
Stunden nimmt man die Gläschen wieder heraus, läßt sie an der
Luft wieder trocknen und beginnt nun (ca. 5 Minuten nach der
Alkoholätherfixierung) entweder sofort oder beliebig später die
Weiterbehandlung.
Die fixierten Trockenpräparate können lange aufbewahrt werden.
~Weiterbehandlung.~ a) Für ~oxyphile~ (eosinophile, ¿a¿-)
Granulationen. Man lege das Trockenpräparat auf 24 Stunden
in ca. 4 ccm destilliertes Wasser, dem man etwa 10 Tropfen
Eosinlösung (S. 9) zugesetzt hat. Dann spüle man einige Minuten
in destilliertem Wasser ab und färbe 1-5 Minuten in einer
Uhrschale mit ~Hansen~schem Hämatoxylin (S. 32). Dann übertragen
in destilliertes Wasser, nach 5 Minuten herausnehmen und an
der Luft unter einer Glasglocke trocknen lassen. Das trockene
Präparat wird nun direkt mit einem Tropfen Xylolbalsam bedeckt
und so konserviert. Die farbigen Blutzellen und die oxyphilen
Granulationen der farblosen Blutzellen sind leuchtend rot, die
Kerne blau gefärbt. Die oxyphilen Granulationen finden sich nur
spärlich (2-4%) in den Leukozyten des normalen Blutes, ferner
in den Leukozyten der Lymphe und der Gewebe; sehr viele sind im
Knochenmark des Kaninchens vorhanden; zum Aufsuchen genügen meist
mittlere Vergrößerungen (400/1).
b) Für ~basophile (Mastzellen-) Granulationen~, welche sich sehr
spärlich (höchstens 0,5%) in normalem Blute finden, färbe man das
Trockenpräparat nach der Nr. 17, S. 116 angegebenen Methode. Nach
vollendeter Färbung verfahre man wie bei a).
c) Für ~neutrophile~ (¿e¿-) ~Granulationen~. Man löse 1. 1
g »Orangegelb extra« in 50 ccm destilliertem Wasser, 2. 1 g
»Säurefuchsin extra« in 50 ccm destilliertem Wasser, 3. 1 g
kristallisiertes Methylgrün in 50 ccm destilliertem Wasser und
lasse die drei Lösungen durch Absetzen klar werden. Dann mische
man von Lösung 1: 11 ccm, von Lösung 2: 10 ccm, gieße 20 ccm
destilliertes Wasser und 10 ccm absoluten Alkohol hinzu; dieser
Mischung werden zugesetzt eine Mischung von Lösung 3: 13 ccm +
Aqua destill. 10 ccm + Alk. absol. 3 ccm. Das Ganze bleibt bis
zum Gebrauche 1-2 Wochen stehen. In diese am besten von Dr.
~Hollborn~ (Adr. S. 3) zu beziehende »~Triazidlösung~« wird
das Trockenpräparat 15 Minuten eingelegt, dann abgewaschen,
getrocknet und in Xylolbalsam konserviert wie bei a). Die
neutrophilen Granulationen, welche sich in den gelapptkernigen
Leukozyten normalen und anderen Blutes finden, sind von violetter
Farbe und leicht mit den gewöhnlichen starken Trockenlinsen zu
sehen, die oxyphilen Granulationen und die farbigen Blutzellen
sind gelbbraun bis schokoladebraun gefärbt, die Kerne sind
leuchtend blaugrün, doch sind ihre Umrisse nicht so scharf wie an
den Hämatoxylinpräparaten.
Nr. 65. Die ~Blutplättchen~ erhält man, indem man vor dem Stiche
in den Finger auf diesen einen Tropfen einer £filtrierten£
Mischung von ca. 5 Tropfen wässerigem Methylviolett (S. 9) mit
ca. 5 ccm Kochsalzlösung (S. 3) bringt und durch den Tropfen in
den Finger sticht. Das heraustretende Blut mischt sich mit dem
Methylviolett, ein Tropfen davon wird mit der Deckglasunterfläche
aufgefangen und bei starker Vergrößerung untersucht. Die
Plättchen sind intensiv blau gefärbt, von eigentümlichem
Glanze, scheibenförmig (Fig. 98) und nicht zu verwechseln mit
den gleichfalls gefärbten weißen Blutzellen. Ihre Menge ist
individuell sehr verschieden; im Blute des einen sind sie in
großer Menge, im Blute des anderen nur ganz vereinzelt zu finden.
Man hüte sich vor Verwechslungen mit körnigen Verunreinigungen,
die auch in der filtrierten Farblösung vorkommen.
Nr. 66. ~Farbige Blutzellen von Tieren~ (Frosch). Vorbereitung.
Man reinige sorgfältig einen Objektträger und ein Deckglas
(zuletzt mit Alkohol). Ein kleiner Tropfen des dem frisch
getöteten Tiere (S. 11) entnommenen Blutes wird mit einem
Glasstab auf das Deckglas übertragen und dieses rasch auf einen
Objektträger gelegt, auf den man vorher einen ~kleinen~ Tropfen
Kochsalzlösung (0,65%) gebracht hatte. Die Kerne der farbigen
Blutzellen sind anfangs undeutlich, die der viel kleineren weißen
Blutzellen überhaupt nicht zu sehen. Im Frühjahr enthalten die
farbigen Blutzellen mancher Frösche gar kein Hämoglobin, so daß
dann nur deren Kerne zu sehen sind.
Nr. 67. Für ~forensische Zwecke~, in denen es sich ja meistens
um Untersuchung schon eingetrockneten Blutes handelt, weiche man
kleine Partikelchen in 35%iger Kalilauge auf dem Objektträger
auf; blutbefleckte Leinwandstückchen zerzupfe man in einem
Tropfen Kalilauge. Obwohl die farbigen Blutzellen unserer
einheimischen Säugetiere kleiner sind als die des Menschen, so
ist es doch unmöglich, aus der Größe der Blutzellen die Frage
zu entscheiden, ob das Blut vom Menschen oder vom Säugetiere
stamme. Leicht ist es dagegen, die ovalen Blutzellen der anderen
Wirbeltiere von den scheibenförmigen der Säuger zu unterscheiden.
Nr. 68. ~Farblose Blutzellen, Leukozyten in Bewegung~ finden
sich in dem nach Nr. 66 hergestellten Präparate. Zum Studium der
Bewegung wähle man solche Leukozyten, deren Protoplasma teilweise
körnig ist und die nicht rund sind. Die Bewegungen erfolgen
langsam; man kann sich am besten davon überzeugen, wenn man in
Intervallen von 1-2 Minuten kleine Skizzen eines und desselben
Leukozyten verfertigt. Starke Vergrößerung (Fig. 100).
Nr. 69. ~Blutkristalle.~ a) Die Herstellung der ~Häminkristalle~
ist leicht. Man schneide ein Läppchen (von ca. 3 mm Seite)
einer blutgetränkten, trockenen Leinwand aus und bringe es
mit einem höchstens stecknadelkopfgroßen Stückchen Kochsalz
auf einen reinen Objektträger. Dann gebe man mehrere große
Tropfen Eisessig hinzu und stoße mit einem stumpfen Glasstabe
Salz und Leinwand, bis der Eisessig sich bräunlich färbt (ca.
1 Minute). Dann erhitze man den Objektträger über der Flamme,
bis der Eisessig kocht. Nun nehme man das Läppchen rasch weg,
lasse die Flüssigkeit eintrocknen und untersuche die trockenen
braunen Stellen auf dem ~erkalteten~ Objektträger mit starker
Vergrößerung (von 240mal an). Man sieht zuweilen schon ohne
Deckglas, ohne Konservierungsflüssigkeit die ~braunen~ Kristalle
(Fig. 99, _{1}) neben zahlreichen Fragmenten von weißen
Kochsalzkristallen. Zum Konservieren bedecke man den Objektträger
direkt mit einem großen Tropfen Xylolbalsam und einem Deckglase.
Form und Größe der Häminkristalle ist sehr verschieden. Man
erhält von demselben Blut gut ausgebildete Kristalle, teils
einzeln, teils kreuzweise übereinanderliegend, teils zu Sternen
vereint (Fig. 99), neben wetzsteinähnlichen Formen und kleinsten,
kaum die Kristallform zeigenden Partikelchen. Der Nachweis
der Häminkristalle ist in forensischer Hinsicht von großer
Wichtigkeit. So leicht es oft ist, aus größeren Flecken an
Kleidungsstücken die Kristalle herzustellen, so schwierig ist es,
von kleinen Flecken besonders an rostigem Eisen den Nachweis zu
liefern, daß sie von Blut stammen. Die bei solchen Untersuchungen
zu verwendenden Instrumente und Reagenzien müssen absolut rein
sein.
b) ~Hämatoidinkristalle~ findet man beim Zerzupfen alter
Blutextravasate, die schon makroskopisch durch ihre rotbraune
Farbe kenntlich sind (z. B. in apoplektischen Zysten im Corpus
luteum) (Fig. 99, _{3}).
c) ~Hämoglobinkristalle~ stellt man her, indem man etwa 5 ccm
Hundeblut in ein Reagiergläschen bringt, ein paar Tropfen
Schwefeläther zufügt und dann so lange stark schüttelt, bis das
Blut lackfarben wird. Dann breite man einige Tropfen auf dem
Objektträger aus und lasse das Präparat in der Kälte trocknen.
Nach erfolgter Kristallbildung setze man einen Tropfen Glyzerin
zu und lege ein Deckglas auf. Die großen Kristalle zeigen oft
Neigung, in Längsfasern zu zerfallen (Fig. 99, _{4}a).
Nr. 70. ~Neubildung von Kapillaren.~ Man töte ein 7 Tage altes
Kaninchen durch Chloroform, spanne es mit Nadeln auf (S. 11),
eröffne durch einen Kreuzschnitt die Bauchhöhle, nehme rasch
Milz, Magen und das daran hängende große Netz heraus und lege
diese Teile in ca. 80 ccm gesättigte, wässerige Pikrinsäurelösung
(S. 6, Nr. 19). Hier breitet sich das sonst schwer abzulösende
große Netz leicht aus. Nach 1 Stunde schneide man dasselbe
ab, übertrage es in 60 ccm destilliertes Wasser und teile es
mit der Schere in ca. 1 qcm große Stücke. Ein solches Stück
wird auf einen trockenen Objektträger gebracht (das Wasser
durch Fließpapier abgesogen), und dann mit Nadeln möglichst
glatt ausgebreitet, was um so leichter gelingt, je weniger
Flüssigkeit dem Präparat anhängt. Die sehr zarten jungen
Kapillaren können dabei durch Zerrung leicht von den älteren
Kapillaren losgerissen werden und imponieren dann als »isolierte,
blutkörperchenhaltige Zellen«; man hat solche Kunstprodukte (und
auch Rückbildungsformen von Kapillaren) als »~vasoformative
Zellen~« beschrieben. Das Netz ist auch beim Lebenden vielen
Zerrungen ausgesetzt, die vielleicht gleichfalls zur Trennung
junger Kapillaren von ihrer Ursprungsstelle führen können.
Nunmehr bringe man 1 bis 2 Tropfen Hansensches Hämatoxylin auf
das Präparat. Nach 1-5 Minuten lasse man das Hämatoxylin ablaufen
und lege den Objektträger mit dem Präparate in eine flache
Schale mit destilliertem Wasser; das Präparat wird sich bald
vom Objektträger abheben, bleibt aber glatt und wird nun nach 5
Minuten mit dem Spatel in ein Uhrschälchen voll Eosin (s. S. 9)
übertragen, wo es 3 Minuten verbleibt. Dann wird das Präparat in
destilliertem Wasser eine Minute lang ausgewaschen und auf den
Objektträger gebracht; das Wasser wird wieder mit Filtrierpapier
abgesogen, etwaige Falten mit Nadeln ausgeglichen und endlich ein
Deckglas, an dessen Unterseite ein Tropfen verdünnten Glyzerins
angehängt ist, aufgesetzt. Man kann statt Glyzerineinschluß auch
Xylolbalsam (d. h. Alkohol abs., Karbolxylol, Balsam) nehmen,
doch gehen feinere Details leicht verloren. Die roten Blutzellen
sind durch Eosin glänzend rot gefärbt (Fig. 102).
Nr. 71. ~Kreislauf im Omentum maius.~ Das große Netz eines
Kaninchens, dem die Bauchgefäße injiziert waren (s. S. 43), wird
nach Fixation in Formalin 10% vorsichtig am Magen abgeschnitten,
in ~Hansens~ Hämatoxylin (S. 32), dann in Sudan III (s. Technik
Nr. 30, S. 118) gefärbt; schließlich wird ein Stück sorgfältig
auf einen Objektträger ausgebreitet und in Glyzerin (s. S. 44)
eingeschlossen (Umranden des Deckglases mit Deckglaskitt (S. 44).
Nr. 72. ~Kleine Blutgefäße und Kapillaren.~ Man ziehe von
einem menschlichen Gehirn an der Basis langsam Stückchen Pia
von 1-3 cm Seite ab (dabei werden die senkrecht in das Gehirn
eindringenden feinen Blutgefäße mit ausgezogen), dann befreie man
sie durch Schütteln in destilliertem Wasser von den anhängenden
Gehirnmassen und lege sie in 60 ccm Zenkersche Flüssigkeit auf
1 Stunde; hierauf in womöglich fließendes Wasser auch 1 Stunde
(Weiterbehandlung siehe S. 16). Betrachtet man ein solches
Stückchen in einer Uhrschale auf schwarzem Grunde, so sieht
man die feinen Gefäßchen isoliert. a) Mit einer feinen Schere
werden kleine Gefäßbäumchen abgeschnitten, 2-5 Minuten in
Hansenschem Hämatoxylin gefärbt (S. 32) und in Xylolbalsam (S.
45) eingeschlossen. Oft sind die Blutgefäße prall mit Blutzellen
gefüllt, welche ein genaues Studium der Gefäßwand erschweren;
diesem Übelstand ist durch einstündiges Einlegen der frisch
ausgezogenen Blutgefäße in destilliertes Wasser abzuhelfen. Die
Blutzellen werden dadurch entfärbt (s. Technik Nr. 62). (Fig.
104). b) von den größeren Stämmchen der Hirngefäße schneide man
ein ca. 5 mm langes Stückchen der Länge nach auf, färbe es in
Hansenschem Hämatoxylin und lege es so auf den Objektträger,
daß die Externaseite auf dem Glase aufliegt. Konservieren in
Xylolbalsam. Man kann durch wechselnde Einstellung des Tubus sehr
schön die drei Schichten mit deren Verlaufsrichtung sehen.
Kapillaren findet man auch bei der Untersuchung frischen Gehirns.
Man erkennt sie an den parallel verlaufenden Konturen und
den ovalen Epithel-(Endothel-)kernen; ferner auch an anderen
Präparaten.
Nr. 73. ~Gefäßepithel(-endothel).~ Man töte ein Kaninchen durch
Halsabschneiden, öffne mit der Schere den Bauch durch einen
Kreuzschnitt und schiebe unter das Mesenterium, ohne dasselbe
mit dem Finger viel zu berühren, einen Korkrahmen von ca. 2 cm
Seite, spanne es mit einigen Igelstacheln glatt auf, schneide es
rings um den Rahmen ab und lege das aufgespannte Stück in 20-30
ccm der 1%igen Silberlösung (24, S. 6). Weitere Behandlung siehe
E S. 40. Nach erfolgter Bräunung wird das Ganze in ca. 50 ccm
70%igen Alkohol übertragen (die Haut muß in den Alkohol tauchen);
nach einer halben Stunde schneide man mit einer Schere Stücke von
5-10 mm Seite aus, und konserviere in Xylolbalsam nach § 10, 3
(S. 45). Man vergesse nicht, daß man keine Schnitte, sondern wie
in Nr. 72 das ganze Gefäß vor sich hat, so daß nur die richtige
Einstellung auf die Fläche des Gefäßes ein Bild wie Fig. 105
ergibt.
Nr. 74. ~Elastische Fasern der Blutgefäße.~ Man färbe Schnitte
nach Nr. 75 in absolutem Alkohol fixierter Objekte mit
Boraxkarmin und Resorzin-Fuchsin (C S. 35) und konserviere in
Xylolbalsam (S. 45).
Nr. 75. ~Herz und größere Blutgefäße.~ Man schneide einen
Papillarmuskel oder von den mm. pectinati aus einem menschlichen
Herzen, ein Stück der Aorta von 2 cm Seite und ein 1 cm langes
Stück der Vena renalis aus, binde ein 1-3 cm langes Stück der
Arteria brachialis mitsamt Venen und umgebendem Bindegewebe
nach der Nr. 60 (S. 150) angegebenen Methode auf ein Hölzchen
und fixiere die Teile in ca. 40 ccm absolutem Alkohol (S. 14).
Nach 24-48 Stunden sind sämtliche Objekte schnittfähig. Man
bette in Zelloidin ein und fertige feine Querschnitte an, die
mit ~Hansen~schem Hämatoxylin 2-5 Minuten lang gefärbt (S. 32)
werden. Einschluß in Xylolbalsam (S. 45; Fig. 106, 108, 109).
Elastische Fasern bleiben ungefärbt, können jedoch, oft erst mit
starken Vergrößerungen, deutlich erkannt werden.
Querschnitte geben über den Verlauf der Adventitiaelemente
ungenügenden Aufschluß. Oft sieht es aus, als ob sämtliche
Adventitiaelemente zirkulär angeordnet seien. Die wahre Anordnung
kann erst mit Zuhilfenahme von Längsschnitten, welche auch die
Muskelfasern der Externa deutlich zeigen, erkannt werden. Sehr zu
empfehlen ist auch die Fixierung in Sublimat und Färbung feiner
Schnitte nach van Giesons Methode (S. 42).
Nr. 76. ~Lymphgefäße.~ Zum ~Studium der Wandung~ größerer
Lymphgefäße wähle man die in die Inguinalknoten einmündenden
Lymphgefäße, die groß genug sind, um mit Messer und Pinzette
herauspräpariert zu werden. Behandlung wie größere Blutgefäße Nr.
75 oder Nr. 72b.
Nr. 77. Bezüglich der Darstellung ~feiner Lymphgefäße~, ihres
Verlaufes und ihrer Anordnung bedient man sich oft der Injektion
durch Einstich, d. h. man stößt die Nadel einer mit Berlinerblau
gefüllten Pravazschen Spritze in das betreffende Gewebe und
injiziert; eine rohe Methode, deren Resultate sehr zweifelhaften
Wert besitzen. Wenn es auch hier und da gelingt, wirkliche
Lymphgefäße dadurch zu füllen, wird doch in vielen anderen Fällen
die Injektionsmasse mit dieser Methode einfach gewaltsam zwischen
die Spalten des Bindegewebes getrieben. Daraus ergibt sich von
selbst, welche Beurteilung die so dargestellten »Lymphräume« und
»Lymphgefäßwurzeln« verdienen.
Nr. 78. Zu ~Übersichtsbildern der Lymphknoten~ sind die im
Mesenterium gelegenen Lymphknoten junger Katzen am geeignetsten.
Man fixiere und härte einen solchen Knoten in ca. 30 ccm
absolutem Alkohol; nach 3 Tagen lassen sich leicht feine Schnitte
anfertigen, die so gelegt sein müssen, daß sie den makroskopisch
an einer Einsenkung leicht kenntlichen Hilus treffen.
Längsgerichtete, beide Pole des Knotens treffende Schnitte sind
die besten, doch sind auch Querschnitte brauchbar. 6-8 Schnitte
werden in Hansenschem Hämatoxylin (2-3 Minuten), dann in Eosin
(höchstens 1 Minute) gefärbt (S. 41, G), dann in ein zur Hälfte
mit destilliertem Wasser gefülltes Reagenzgläschen gebracht
und 3-5 Minuten lang geschüttelt. Gießt man die geschüttelten
Schnitte in eine flache Schale, so kann man schon makroskopisch
Rinde und Mark unterscheiden; erstere ist gleichmäßig blau,
letzteres ist gefleckt. Konservieren in Xylolbalsam (S. 45). Die
Trabekel sind nur wenig entwickelt. Man verwechsle nicht die den
Knoten aufsitzenden Reste von Fett mit retikulärem Gewebe. Starke
Vergrößerungen bieten keinerlei Vorteil; es verschwinden nur die
scharfen Konturen, das Bild verliert an Deutlichkeit.
Nr. 79. Der Bau der ~Lymphknoten älterer Tiere und des Menschen~
ist oft schwer verständlich, da die ganze Rinde in eine
zusammenhängende Masse verwandelt ist, in die unregelmäßig
Keimzentra eingestreut sind, doch geben feine Schnitte kleiner,
in Zenkerscher Flüssigkeit fixierter (S. 16) und in allmählich
verstärktem Alkohol gehärteter Drüsen, die nach van Gieson
(S. 42, _{18}) gefärbt werden, gute Übersichtsbilder (Fig.
114), Durch Schütteln kommen die Lymphsinus der Follikel nur
undeutlich zum Vorschein, die Keimzentra fallen gern aus und
erscheinen, schon makroskopisch erkennbar, als runde Lücken.
Nr. 80. Zur Darstellung des Netzes der ~Markstränge~ und
~Trabekel~ eignen sich sehr gut die mesenterialen Lymphknoten
des Rindes. Man lege 2 cm lange Stücke derselben in 200 ccm
konzentrierte wässerige Pikrinsäurelösung und versuche nach
24 Stunden mit ~scharfem~, mit Wasser benetztem Messer feine
Schnitte anzufertigen. Das gelingt freilich nicht so gut wie
nach Alkoholfixierung, allein selbst etwas dickere Schnitte
sind noch brauchbar. Die Schnitte werden auf 1 Stunde in 100
ccm öfters zu wechselndes destilliertes Wasser gebracht, dann
mit Hansenschem Hämatoxylin und Eosin gefärbt und geschüttelt
(s. Nr. 78). Einschluß in Xylolbalsam (S. 45). Die Balken
sind rot, die Markstränge blau; bei schwachen Vergrößerungen
sieht man Bilder wie Fig. 116, bei starken Vergrößerungen
sehr schön das retikuläre Bindegewebe der Lymphsinus; die in
dessen Maschen befindlich gewesenen Leukozyten sind durch die
Pikrinsäurebehandlung gelockert und durch Schütteln meist
entfernt worden (Fig. 117).
Nr. 81. ~Blutlymphknoten~, makroskopisch den Lymphknoten ähnliche
Gebilde von dunkelroter Farbe, finden sich in individuell sehr
wechselnder Zahl längs der Vorderfläche der Wirbelsäule, am
Ursprung der A. mesent. sup. und der A. renalis. Beim Menschen
von der Größe eines Stecknadelkopfes bis zu der einer Mandel
sind sie am besten an Eingeweiden zu finden, die in 4%iger
Formollösung fixiert waren. Dadurch werden die Knoten dunkelbraun
gefärbt und treten schärfer hervor. Am leichtesten sind sie beim
Schwein längs der Brustaorta, beim Schaf in der Bauchhöhle zu
finden, fehlen aber auch zuweilen da. Technik wie Nr. 79.
Nr. 82. ~Elemente der Milz.~ Man durchschneide eine frische Milz,
streiche mit schräg aufgesetztem Skalpell über die Schnittfläche
und untersuche die der Skalpellklinge anhaftende rote Masse in
einem Tropfen Kochsalzlösung. Starke Vergrößerung! Man findet
(besonders bei Tieren) oft nur rote und weiße Blutzellen,
letztere enthalten zum Teil kleine Körnchen. Bei menschlichen
Milzen sind neben zahlreichen, in ihrer Gestalt veränderten
farbigen Blutzellen (Fig. 121) stets die früher sogenannten
Milzfasern, das sind Epithel-(Endothel-)zellen der Milzsinus, zu
finden. Erythrozytenhaltige Zellen und mehrkernige Zellen sucht
man in menschlichen Milzen oft vergebens.
Nr. 83. ~Milz.~ Man fixiere die ganze Milz, ohne sie
anzuschneiden, in Müllerscher Flüssigkeit. (Bei menschlicher
Milz 1 Liter, bei Katzenmilz 200-300 ccm.) Nach 2 (bei Tieren)
bis 5 (beim Menschen) Wochen wasche man die Milz 1-2 Stunden in
womöglich fließendem Wasser, schneide Stücke von ca. 2 cm Seite
aus und härte sie in ca. 60 ccm allmählich verstärktem Alkohol
(S. 17). Einbetten in Zelloidin oder Paraffin. Man sieht auf der
Schnittfläche die Milzknötchen schon mit unbewaffnetem Auge.
Nicht zu feine Schnitte färbe man mit Hansenschem Hämatoxylin
(S. 32) und konserviere sie in Xylolbalsam (S. 45). Will man die
Balken färben, so lege man die mit Hämatoxylin gefärbten Schnitte
1/2 Minute[98] in Eosin (S. 41). Bei gelungenen Präparaten
erscheinen die Pulpastränge und die Knötchen blau, die Balken
rosa, die mit Blutzellen strotzend gefüllten Gefäße braun.
Möglichst schwache Vergrößerungen liefern die besten Bilder (Fig.
118), bei stärkeren Vergrößerungen sind die so scharf gewesenen
Konturen oft undeutlich. Für feine Schnitte ist Fixierung in
Zenkerscher Flüssigkeit usw. (S. 16) und Färbung nach van Gieson
(S. 42, _{18}) zu empfehlen (Fig. 122).
Nr. 84. Zur Darstellung des ~retikulären Bindegewebes der Milz~
sei Studni[vc]kas Modifikation (S. 39) empfohlen.
Nr. 85. ~Blutgefäße der Milz~ erhält man gelegentlich der
Injektion des Magens und des Darmes, vgl. Nr. 134.
Nr. 86. ~Nerven der Milz.~ Am besten geeignet ist die Milz der
Maus, die halbiert nach Golgis Methode (S. 36) behandelt wird; 3
Tage Aufenthalt in der osmiobichromischen Mischung (in der Wärme)
und ebenso lange in der Silberlösung genügt zuweilen; oft führt
erst einmalige oder doppelte Wiederholung des Verfahrens zu guten
Resultaten.